Влияние Poly(I:C) и меланомы B16-F10 на иммунофенотип клеток селезенки мышей

Введение. Известно, что агонист TLR-3 Poly(I:C), используемый в качестве адъюванта в ряде моделей противоопухолевых вакцин, вызывает торможение роста меланомы В16, однако недостаточно полно изучены иммунологические аспекты, вовлеченные в этот процесс.

Цель исследования – оценка изменений иммунофенотипа клеток селезенки мышей C57BL / 6, вызванных опухолевой нагрузкой и / или Poly(I:C), для лучшего понимания процессов, происходящих при торможении роста меланомы B16-F10 под воздействием Poly(I:C).

Материалы и методы. С помощью проточной цитометрии исследовали иммунофенотип спленоцитов мышей C57BL / 6: 1-я группа – контроль (интактные животные), 2-я группа – мыши с подкожно перевитой меланомой B16-F10, 3-я группа – мыши без опухоли, получавшие Poly(I:C), и 4-я группа – мыши с подкожно перевитой меланомой B16-F10, получавшие Poly(I:C).

Результаты. Медианы значений таких параметров, как иммунорегуляторный индекс CD4 / CD8, количество CD69⁺ Т-клеток CD4⁺ и CD8⁺, количество В- и NK-клеток для группы мышей с меланомой, получавших Poly(I:C), находятся между значениями указанных параметров в контрольной группе и в группе мышей с B16-F10. При сравнении показателей количество В- и NK- клеток, количество CD69⁺ Т-клеток CD4⁺ и CD8⁺, их медианы в группе мышей с меланомой, получавших Poly(I:C), оказались ближе к контролю, чем к значениям, полученным в группе В16-F10 и в группе здоровых мышей, получивших Poly(I:C). В то же время нами обнаружено, что общее количество CD3⁺-клеток, количество наивных Т-клеток CD4⁺ и CD8⁺ выше в группе мышей с меланомой, получавших Poly(I:C), по сравнению со всеми остальными группами.

Заключение. Выявлены параметры иммунофенотипа клеток селезенки мышей (CD4 / CD8, количество CD69⁺ Т-клеток CD4⁺ и CD8⁺, количество В- и NK-клеток), на которые влияют опухолевая нагрузка и/или введение адъюванта Poly(I:C). Изменения иммунофенотипа спленоцитов мышей связаны с наличием опухоли и ее размерами. Также обнаружено, что на иммунофенотип спленоцитов оказывает влияние многократное введение Poly(I:C) во время роста опухоли.

1. Akazawa T., Ebihara T., Okuno M. et al. Antitumor NK activation induced by the Toll-like receptor 3-TICAM-1 (TRIF) pathway in myeloid dendritic cells. Proc Natl Acad Sci U S A 2007;104(1):252–7. DOI: 10.1073/pnas.0605978104.

2. Shime H., Kojima A., Maruyama A. et al. Myeloid-derived suppressor cells confer tumor-suppressive functions on natural killer cells via polyinosinic: polycytidylic acid treatment in mouse tumor models. J Innate Immun 2014;6(3):293–305. DOI: 10.1159/000355126.

3. Барышникова М.А., Рудакова А.А., Соколова З.С. и др. Оценка противоопухолевой эффективности синтетических неоантигенных пептидов для модели противомеланомной вакцины. Российский биотерапевтический журнал 2019;18(4):76–81. DOI: 10.17650/1726-9784-2019-18-4-76-81.

4. Seliger B., Wollscheid U., Momburg F. et al. Characterization of the major histocompatibility complex class I deficiencies in B16 melanoma cells. Cancer Res 2001;61(3):1095–9. PMID: 11221838.

5. Myrick C., DiGuisto R., DeWolfe J. et al. Linkage analysis of variations in CD4:CD8 T cell subsets between C57BL/6 and DBA/2. Genes Immun 2002;3(3):144–50. DOI: 10.1038/sj.gene.6363819.

6. Cossarizza A., Chang H-D., Radbruch A. et al. Guidelines for the use of flow cytometry and cell sorting in immunological studies (second edition). Eur J Immunol 2019;49(10):1457–1973. DOI: 10.1002/eji.201970107.

7. Cibrián D., Sánchez-Madrid F. CD69: from activation marker to metabolic gatekeeper. Eur J Immunol 2017; 47(6): 946–53. DOI: 10.1002/eji.201646837.

8. Esplugues E., Sancho D., Vega-Ramos J. et al. Enhanced antitumor immunity in mice deficient in CD69. J Exp Med 2003;197(9):1093–106. DOI: 10.1084/jem.20021337.

9. Han Y., Guo Q., Zhang M. et al. CD69+ CD4 + CD25 – T cells, a new subset of regulatory T cells, suppress T cell proliferation through membrane-bound TGF-beta 1. J Immunol 2009;182(1):111–20. DOI: 10.4049/jimmunol.182.1.111.

10. Walzer T., Blery M., Chaix J. et al. Identification, activation, and selective in vivo ablation of mouse NK cells via NKp46. Proc Natl Acad Sci U S A 2007;104(9):3384–9. DOI: 10.1073/pnas.0609692104.

11. Kamran N., Li Y., Sierra M. et al. Melanoma induced immunosuppression is mediated by hematopoietic dysregulation. Oncoimmunology 2017;7(3):e1408750. DOI: 10.1080/2162402X.2017.1408750.

12. Paul S., Kulkarni N., Shilpi, Lal G. Intratumoral natural killer cells show reduced effector and cytolytic properties and control the differentiation of effector Th1 cells. Oncoimmunology 2016;5(12):e1235106. DOI: 10.1080/2162402X.2016.1235106.

13. Isvoranu G., Surcel M., Huica R. et al. Natural killer cell monitoring in cutaneous melanoma – new dynamic biomarker. Oncol Lett 2019;17(5):4197–206. DOI: 10.3892/ol.2019.10069.

14. Radulovic K., Manta C., Rossini V. et al. CD69 regulates type I IFN-induced tolerogenic signals to mucosal CD4 T cells that attenuate their colitogenic potential. J Immunol 2012;188(4):2001–13. DOI: 10.4049/jimmunol.1100765.

15. Bahl K., Huebner A., Davis R., Welsh R. Analysis of apoptosis of memory T cells and dendritic cells during the early stages of viral infection or exposure to toll-like receptor agonists. J Virol 2010;84(10): 4866–77. DOI: 10.1128/JVI.02571-09.

16. Tough D., Borrow P., Sprent J. Induction of bystander T cell proliferation by viruses and type I interferon in vivo. Science 1996;272(5270): 1947–50. DOI: 10.1126/science.272.5270.1947.

17. Koschella M., Voehringer D., Pircher H. CD40 ligation in vivo induces bystander proliferation of memory phenotype CD8 T cells. J Immunol 2004;172(8):4804–11. DOI: 10.4049/jimmunol.172.8.4804.

18. Forghani P., Waller E. Poly(I:C) modulates the immunosuppressive activity of myeloid-derived suppressor cells in a murine model of breast cancer. Breast Cancer Res Treat 2015;153(1):21–30. DOI: 10.1007/s10549-015-3508-y.