Определение циркулирующей опухолевой ДНК сингенной модели меланомы B16-F10 в плазме мышей линии С57BL6

Введение. Циркулирующая в плазме крови опухолевая ДНК (цоДНК) является потенциальным маркером для мониторинга опухолевого процесса. Однако возможность использования мышиной сингенной подкожной модели меланомы для оценки уровня цоДНК остается неясной.

Цель исследования – оценка уровня детектируемой цоДНК в мышиной сингенной модели меланомы B16-F10 методом цифровой капельной полимеразной цепной реакции (цкПЦР).

Материалы и методы. Для количественного определения цоДНК из клеток B16-F10 в плазме крови был разработан и валидирован метод цкПЦР. Для получения экспериментальных опухолей мышам линии С57Bl6 подкожно вводили суспензию клеток линии мышиной меланомы B16-F10. Через день, на 7-, 14- и 21-й дни после перевивки опухоли у мышей отбирали кровь из ретроорбитального синуса. Из плазмы крови выделяли циркулирующую ДНК. На 21-й день после перевивки опухоли животных выводили из эксперимента.

Результаты. Разработан и валидирован метод цкПЦР для детекции цоДНК в сингенной модели меланомы B16-F10 у мышей линии С57Bl6. Аналитический сигнал линеен в диапазоне 0,5–32 копии/мкл, значение R2 составило 0,997. Эмпирический предел обнаружения цоДНК составил 1 копию/мкл в присутствии 5 нг геномной ДНК нормальной ткани. Значения коэффициента вариации состояли в диапазоне от 44,5 % (для 1 копии/мкл) до 16,6 % (16 копий/мкл). Циркулирующая опухолевая ДНК в сингенной модели меланомы B16-F10 у мышей линии С57Bl6 достоверно детектируется на 21-й день после перевивки опухолевых клеток (p = 0,004). Уровень цоДНК коррелирует с объемом опухоли (ρ = 0,95, p = 0,05) и уровнем циркулирующей ДНК (ρ = 1, p = 0,0).

Заключение. Мышиная сингенная подкожная модель меланомы B16-F10 может использоваться для мониторинга уровня цоДНК при исследовании новых подходов для лечения меланомы.

1. Tivey A., Britton F., Scott J.-A. et al. Circulating tumour DNA in melanoma – clinic ready? Curr Oncol Rep 2022;24(3):363–73. DOI: 10.1007/s11912-021-01151-6

2. Bustamante P., Tsering T., Coblentz J. et al. Circulating tumor DNA tracking through driver mutations as a liquid biopsy-based biomarker for uveal melanoma. J Exp Clin Cancer Res 2021;40(1):196. DOI: 10.1186/s13046-021-01984-w

3. Muhanna N., Eu D., Chan H.H.L. et al. Cell-free DNA and circulating tumor cell kinetics in a pre-clinical head and neck cancer model undergoing radiation therapy. BMC Cancer 2021;21(1):1075. DOI: 10.1186/s12885-021-08791-8

4. Ruhen O., Lak N.S.M., Stutterheim J. et al. Molecular characterization of circulating tumor DNA in pediatric rhabdomyosarcoma: A feasibility study. JCO Precis Oncol 2022;6: e2100534. DOI: 10.1200/PO.21.00534

5. Eun Y.-G., Yoon Y.J., Won K.Y., Lee Y.C. Circulating tumor DNA in saliva in an orthotopic head and neck cancer mouse model. Anticancer Res 2020;40(1):191–9. DOI: 10.21873/anticanres.13940

6. Rakhit C.P., Trigg R.M., Le Quesne J. et al. Early detection of pre-malignant lesions in a KRASG12D-driven mouse lung cancer model by monitoring circulating free DNA. Dis Model Mech 2019;12(2):dmm036863. DOI: 10.1242/dmm.036863

7. Thierry A.R., Mouliere F., Gongora C. et al. Origin and quantification of circulating DNA in mice with human colorectal cancer xenografts. Nucleic Acids Res 2010;38(18):6159–75. DOI: 10.1093/nar/gkq421

8. Terasawa H., Kinugasa H., Nouso K. et al. Circulating tumor DNA dynamics analysis in a xenograft mouse model with esophageal squamous cell carcinoma. World J Gastroenterol 2021;27(41):7134–43. DOI: 10.3748/wjg.v27.i41.7134

9. Gasparello J., Allegretti M., Tremante E. et al. Liquid biopsy in mice bearing colorectal carcinoma xenografts: Gateways regulating the levels of circulating tumor DNA (ctDNA) and miRNA (ctmiRNA). J Exp Clin Cancer Res 2018;37(1):124. DOI: 10.1186/s13046-018-0788-1

10. Wei L., Xie L., Wang X. et al. Circulating tumor DNA measurement provides reliable mutation detection in mice with human lung cancer xenografts. Lab Invest 2018;98(7):935–46. DOI: 10.1038/s41374-018-0041-8

11. Labgaa I., von Felden J., Craig A.J. et al. Experimental models of liquid biopsy in hepatocellular carcinoma reveal clonedependent release of circulating tumor DNA. Hepatol Commun 2021;5(6):1095–105. DOI: 10.1002/hep4.1692

12. Olson B., Li Y., Lin Y. et al. Mouse models for cancer immunotherapy research. Cancer Discov 2018;8(11):1358–65. DOI: 10.1158/2159-8290.CD-18-0044

13. Косоруков В.С., Барышникова М.А., Кособокова Е.Н. и др. Выявление иммуногенных мутантных неоантигенов в геноме меланомы мышей. Российский биотерапевтический журнал 2019;18(3):23–30. DOI: 10.17650/1726-9784-2019-18-3-23-30

14. Барышникова М.А., Рудакова А.А., Соколова З.А. и др. Оценка противоопухолевой эффективности синтетических неоантигенных пептидов для создания модели противомеланомной вакцины. Российский биотерапевтический журнал 2019;18(4):76–81. DOI: 10.17650/1726-9784-2019-18-4-76-81

15. Рудакова А.А., Барышникова М.А., Соколова З.А. и др. Оценка иммуногенности синтетических неоантигенных пептидов для модели противомеланомной вакцины. Российский биотерапевтический журнал 2021;20(2):61–8. DOI: 10.17650/1726-9784-2021-20-2-61-68

16. Stadler J.-C., Belloum Y., Deitert B. et al. Current and future clinical applications of ctDNA in immuno-oncology. Cancer Res 2022;82(3):349–58. DOI: 10.1158/0008-5472.CAN-21-1718

17. Tomayko M.M., Reynolds C.P. Determination of subcutaneous tumor size in athymic (nude) mice. Cancer Chemother Pharmacol 1989;24(3):148–54. DOI: 10.1007/BF00300234

18. Danciu C., Falamas A., Dehelean C. et al. A characterization of four B16 murine melanoma cell sublines molecular fingerprint and proliferation behavior. Cancer Cell Int 2013;13:75. DOI: 10.1186/1475-2867-13-75

19. Nicolson G.L., Brunson K.W., Fidler I.J. Specificity of arrest, survival, and growth of selected metastatic variant cell lines. Cancer Res 1978;38(11 Pt 2):4105–11. PMID: 359132

20. Nedosekin D.A., Sarimollaoglu M., Ye J.-H. et al. In vivo ultrafast photoacoustic flow cytometry of circulating human melanoma cells using near-infrared high-pulse rate lasers. Cytometry A 2011;79(10):825–33. DOI: 10.1002/cyto.a.21102

21. Herrera L.J., Raja S., Gooding W.E. et al. Quantitative analysis of circulating plasma DNA as a tumor marker in thoracic malignancies. Clin Chem 2005;51(1):113–8. DOI: 10.1373/clinchem.2004.039263

22. Sánchez-Herrero E., Serna-Blasco R., Robado de Lope L. et al. Circulating tumor DNA as a cancer biomarker: An overview of biological features and factors that may impact on ctDNA analysis. Front Oncol 2022;12:943253. DOI: 10.3389/fonc.2022.943253